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Eine Einführung in Routine‑ und Spezialfärbungen

James Anderson, Global Marketing Manager
Geoffrey Rolls, BAppSc, FAIMS

Routinefärbungen, allen voran die H&E-Färbung, und Spezialfärbungen spielen in der gewebebasierten Diagnostik und Forschung eine bedeutende Rolle. Durch die selektive Färbung ansonsten transparenter Strukturen ermöglichen sie die Betrachtung und Beurteilung unterschiedlichster Zellen und Gewebe. Qualifizierte Pathologen und Forscher bewerten die morphologischen Eigenschaften dieser Elemente, aus denen sie funktionelle Charakteristika ableiten und auf denen viele Klassifizierungen beruhen, und erkennen auch Störfaktoren wie Pathogene.

Im histopathologischen Labor bezieht sich der Begriff „Routinefärbung“ in aller Regel auf die Hämatoxylin-Eosin-Färbung, kurz H&E. Es ist eben diese Färbung, die routinemäßig auf nahezu alle Gewebeproben angewendet wird, um grundlegende Erkenntnisse zu deren Struktur zu erlangen. Von Spezialfärbungen hingegen ist die Rede, wenn alternative Färbemethoden erforderlich werden, weil die H&E-Färbung nicht alle Informationen liefert, die der Pathologe oder Forscher braucht. Dabei umfasst der Begriff eine große Anzahl verschiedener Färbetechniken.

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Vorbereitung von Gewebe für die Färbung

Bevor Gewebe gefärbt und betrachtet werden kann, muss es so vorbereitet werden, dass ein sehr dünner Schnitt angefertigt werden kann, der nur so dick wie eine einzige Zelle ist und auf einen Objektträger aufgezogen wird. Diese Vorbereitung umfasst die Fixierung des Gewebes, damit es nicht zerfällt, und seine Härtung, um die eben beschriebenen, hauchdünnen Präparate schneiden zu können. Typischerweise sind die etwa 2-7 µm stark. Zwei Techniken sind hierbei besonders hervorzuheben: die Gefrierschnitterstellung und die Anfertigung von Schnitten aus in Paraffin eingebetteten Gewebeproben.

Gefrierschnitte werden dann bevorzugt, wenn sofort Antworten benötigt werden, typischerweise während einer Operation, bei der der Chirurg den Exzisionsrand für die Entfernung eines Tumors bestimmen muss. Sie können besonders schnell erzeugt werden, sind den Paraffinschnitten aber meist qualitativ unterlegen. Ein Gefrierschnitt wird wie folgt erstellt:

  1. Das Gewebe wird in kürzester Zeit eingefroren, um es zu konservieren und zu härten.
  2. Das gefrorene Gewebe wird in einem Kryostaten, also einem Schnittmikrotom in einer Gefrierkammer, geschnitten und zum Färben auf einen Objektträger aufgezogen.
  3. Der Schnitt wird fixiert, um Abbauprozesse einzuschränken, und anschließend gefärbt.

Bei Paraffinschnitten wird die Probe zunächst mit einem Fixiermittel konserviert und anschließend mit Paraffinwachs infiltriert, um die Gewebestruktur zu stützen. Der Prozess ist zeitaufwendiger als die Erstellung von Gefrierschnitten, liefert jedoch in den meisten Fällen das bessere Färbeergebnis und die resultierenden Paraffinblöcke, in denen das Gewebe steckt, können fast unbegrenzt aufbewahrt werden. Die Paraffinschnitterstellung umfasst folgende Schritte:

  1. Die Fixierung konserviert das Gewebe und erfolgt meistens in einer Lösung auf Formaldehydbasis.
  2. Beim groben Zuschneiden wird der untersuchungsrelevante Gewebebereich von weniger interessanten Abschnitten befreit.
  3. Während der Gewebeverarbeitung und -infiltration kommt eine Reihe von Reagenzien zum Einsatz, mit deren Hilfe das zunächst wässrige Gewebemilieu durch ein hydrophobes ersetzt wird, was die Probe mit Paraffinwachs infiltrierbar macht.
  4. Die Einbettung ermöglicht die Ausrichtung der Probe und ihre feste Positionierung in einem Wachsblock, aus dem Schnitte angefertigt werden und der dann aufbewahrt werden kann.
  5. Die Schnitterstellung erfolgt auf einem Mikrotom, das hauchdünne Gewebescheiben von der eingebetteten Probe schneidet, die man in einem Wasserbad aufschwimmen lässt und von hier auf Objektträger mit.
  6. Die Objektträger mit den frisch aufgezogenen Schnitten werden in einem Ofen oder auf einer Heizplatte getrocknet, um Feuchtigkeit zu entfernen und die Haftung des Gewebes am Objektträger zu unterstützen.
  7. Das Gewebe auf dem Objektträger ist nun bereit zum Färben.
  8. Der erste Färbeschritt ist das Entwachsen, wobei ein Lösungsmittel verwendet wird, um vor der eigentlichen Färbung das Wachs aus dem Gewebe zu entfernen. Paraffinschnitte werden im Rahmen des Färbeprozesses grundsätzlich entwachst. Wenn die Färbung abgeschlossen ist, wird der Schnitt mit einem Deckglas abgedeckt und so für seine weitere Handhabung geschützt.
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Eine Einführung in Routine‑ und Spezialfärbungen
Abbildung 1: Am Mikrotom wird ein Schnittband erstellt, eine Reihe zusammenhängender, hauchdünner Gewebeschnitte.

Warum die H&E-Färbung routinemäßig Anwendung findet

Die H&E-Färbung wird in histopathologischen Labors routinemäßig durchgeführt, da sie dem Pathologen bzw. Forscher eine sehr detaillierte Darstellung des Gewebes ermöglicht. Diese detaillierte Darstellung beruht auf einer klaren und deutlichen Anfärbung von extra- und intrazellulären Elementen einschließlich des Zytoplasmas, des Zellkerns und der Organellen. Die daraus abzuleitenden Informationen reichen oft aus, um eine Diagnose zu stellen, insbesondere wenn diese auf der räumlichen Organisation (oder Desorganisation) der Zellen beruht oder auf Anomalien, die in der H&E-Färbung gut erkennbar sind, z. B. bei pathologischen Veränderungen im Nukleus von Krebszellen. Trotz aller Fortschritte in den Färbetechniken ist die H&E-Färbung nach wie vor das Fundament der histopathologischen Diagnostik. Tatsächlich werden aufwendigere, weniger häufig angewendete Färbungen oft im Zusammenhang mit der H&E-Färbung interpretiert.

Im klinischen Labor werden deshalb nahezu alle Proben zunächst mit H&E gefärbt und Spezialfärbungen werden nur dann in Auftrag gegeben, wenn zusätzliche Informationen benötigt werden, um eine detailliertere Analyse zu liefern. Das ist etwa dann der Fall, wenn zwei morphologisch ähnliche Krebsarten unterschieden werden sollen.

Aufgrund des hohen Durchsatzes von H&E-Färbungen setzen die meisten Labore auf vollautomatische Systeme, um diese Aufgabe zu stemmen. Manuelle H&E-Färbungen sieht man nur noch selten.

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Abbildung 2: Dieser Schnitt durch die Dünndarmschleimhaut zeigt gut definiertes Heterochromatin und Nukleoli in Epithelzellen und Plasmazellen innerhalb der Lamina propria.
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Abbildung 3: Die mitotischen Figuren im Drüsenepithel dieses Dünndarmschnitts kommen sehr deutlich zum Tragen.
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Abbildung 4: In diesem Ausschnitt aus der Lamina propria des Dünndarms ist das Zytoplasma der Plasmazellen zu großen Teilen mit Hämatoxylin gefärbt. Die blasseren perinukleären Bereiche entsprechen einem gut entwickelten Golgi-Apparat
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Abbildung 5: In diesem autonomen Ganglion des zwischen der longitudinalen und zirkulären Muskulatur des Darmes gelegenen Plexus myentericus finden sich Neurone mit gut definierter, basophiler Nissl-Substanz im Zytoplasma, wobei diese Substanz aus endoplasmatischem Retikulum und Ribosomen besteht.

Chemische Grundlagen der H&E-Färbung

Die H&E-Färbung umfasst den Einsatz zweier Farbstoffe: Hämatoxylin und Eosin. Diese Kombination empfiehlt sich, weil sich die beiden Farbstoffe in ihrer Affinität zu den einzelnen Gewebeelementen unterscheiden und deshalb verschiedene Strukturen anfärben.

Hämatoxylin ist ein basischer Farbstoff von blau-violetter Farbe. Es färbt saure (basophile) Strukturen an, einschließlich des Zellkerns mit seiner DNA und den Nukleoproteinen sowie Organellen, die RNA enthalten, darunter die Ribosomen und das raue endoplasmatische Retikulum.

Eosin hingegen ist ein saurer Farbstoff, der typischerweise rötlich oder rosa erscheint. Eosin bindet an basische (azidophile) Strukturen wie das Zytoplasma, die Zellwand und extrazelluläre Fasern.

Herkunft der Farbstoffe

Hämatoxylin wird aus dem Blutholzbaum extrahiert und dann aufgereinigt. Anschließend wird es oxidiert und mit einem Beizmittel versetzt, meist mit Aluminium, um seine Kapazität zur Bindung an Zellstrukturen zu erhöhen. Heute stehen zahlreiche Hämatoxylinzubereitungen zur Verfügung, von denen Gills Hämatoxylin, Harris Hämatoxylin und Mayers Hämatoxylin am häufigsten genutzt werden.

Eosin geht aus einer Reaktion zwischen Brom und Fluorescein hervor. Es gibt zwei Varianten dieses Farbstoffs, die regelmäßig in der Histologie verwendet werden: Eosin Y, das leicht gelblich ist, und Eosin B, dessen Farbe ins Bläuliche tendiert. Eosin Y ist das meistgebrauchte Eosin.

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Abbildung 6: Strukturformel Hämatoxylin
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Abbildung 7: Strukturformel Eosin Y

Spezialfärbungen

Der Begriff Spezialfärbung wird traditionell für alle Färbungen außer der H&E-Färbung verwendet. Damit umfasst er eine Vielzahl von Methoden, die Anwendung finden, um bestimmte Strukturen, Gewebekomponenten oder sogar Mikroorganismen darzustellen, die in einer H&E-Färbung nicht sichtbar sind.

Andere Färbemethoden wie die Immunhistochemie und In-situ-Hybridisierung zielen auf die Detektion und Visualisierung spezifischer Proteine bzw. DNA- und RNA-Sequenzen ab. Mitunter rechnet man sie der großen Gruppe der Spezialfärbungen zu. Allerdings unterscheiden sie sich in Methode und Zweck erheblich von den klassischen Spezialfärbungen, weshalb sie vielerorts separat behandelt werden, und zwar als „moderne Färbungen“ oder unter dem englischen Begriff „Advanced Staining“.

Während es buchstäblich Hunderte von Spezialfärbungen zu allen möglichen Zwecken gibt, haben für die klinische Histologie nur wenige eine größere Bedeutung. Diese Vielfalt bedeutet auch, dass die Automatisierung im Bereich der Spezialfärbungen weniger stark vorangeschritten ist als bei der routinemäßigen H&E-Färbung. Während viele größere Labore Färbeautomaten besitzen, die die häufigeren Färbungen automatisch durchführen, haben sie alle noch einen Bereich für die manuelle Färbung. Darüber hinaus sind einige Färbungen derart komplex, dass sie sich kaum automatisieren lassen.

Einige wichtige Spezialfärbungen

Die nachstehenden Bilder veranschaulichen die Wirkungen der häufigsten Spezialfärbungen und zeigen Beispiele für deren Anwendungsgebiete.

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Abbildung 8: Masson-Trichrom-Färbung eines Hautschnitts. Diese Färbung ermöglicht die histologische Beurteilung von kollagenen Bindegewebsfasern in Gewebeproben. Weiterhin dient sie der Differenzierung von Kollagen und glatter Muskulatur in Tumoren und hilft bei der Erkennung pathologischer Veränderungen im Binde- und Muskelgewebe.
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The Modified GMS Silver Stain Kit is intended for use in histological observation of fungi, basement membrane and some opportunistic organisms such as pneumocystis carinii in tissue specimens.
Abbildung 9: Modifizierte Grocott-Methenamin-Silberfärbung, kurz GMS, (links: Pneumocystis, Lunge) (rechts: Aspergillus, Lunge). Die modifizierte GMS-Silberfärbung erlaubt die histologische Darstellung von Pilzen, Basalmembranen und einigen opportunistischen Erregern wie Pneumocystis jirovecii.
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Periodic Acid Schiff (PAS) staining is mainly used for staining structures containing a high proportion of carbohydrates such as glycogen,glycoproteins, proteoglycans typically found in connective tissues, mucus and basement membranes. Often used to stain
Abbildung 10: PAS-Färbung eines Nierenschnitts. Die PAS-Färbung oder Perjodsäure-Schiff-Reaktion wird hauptsächlich zur Färbung von kohlenhydratreichen Strukturen wie Glykogen, Glykoproteinen und Proteoglykanen verwendet, die vor allem in Bindegewebe, Mukus und Basalmembranen zu finden sind. Häufig genutzt wird sie zur Färbung von Nieren- und Leberbioptaten, zur Beurteilung der gestreiften Muskulatur von Patienten mit Verdacht auf Glykogenspeicherkrankheiten und zur Diagnose von Pilzinfektionen.
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Perls’ Prussian Blue Iron stains are used to detect and identify ferric (Fe3+) iron in tissue preparations, blood smears,or bone marrow smears. Minute amounts of ferric acid are commonly found in bone marrow and in the spleen. Abnormal amounts of iron c
Abbildung 11: Berliner-Blau-Färbung eines Leberschnitts. Diese Färbung ist auch als Eisennachweis nach Perls bekannt und wird zum Nachweis von dreiwertigen Eisenionen (Fe3+) in Gewebeproben, Blut- und Knochenmarkausstrichen verwendet. Unter physiologischen Bedingungen finden sich in Knochenmark und Milz geringste Mengen an Eisen in Form von Hämosiderin. Eine abnorme Erhöhung des Gehalts an Speichereisen kann auf Erkrankungen wie Hämochromatose und Hämosiderose hinweisen.
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Acid Fast Bacillus stains are used to detect and identify acid fast bacilli in tissue. Bacilli are rod-shaped bacterial organisms. A primary function of this stain is to identify tuberculosis in lung tissue, as well as other bacterial bacillus infected ti
Abbildung 12: Ziehl-Neelsen-Färbung säurefester Stäbchen in der Lunge. Mithilfe dieser Färbung lassen sich säurefeste Bakterien darstellen. Dabei handelt es sich um Erreger mit besonderer Zellwandstruktur, z. B. Mycobacterium und Nocardia. Ein wichtiges Einsatzgebiet für diese Färbung ist die Diagnose der Tuberkulose.
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Alcian Blue is normally prepared at an acidic pH of 2.5 and is used to identify acid mucopolysaccharides and acetic mucins. Excessive amounts of non-sulfated acidic mucosubstances are seen in mesotheliomas, certain amounts occur normally in blood vessel w
Abbildung 13: Mit Alcianblau gefärbter Darmschnitt. Alcianblau wird normalerweise mit einem pH-Wert von 2,5 angesetzt und dient zum Nachweis saurer Mukopolysaccharide und saurer Muzine. In Mesotheliomen lassen sich vermehrt nicht sulfatierte Mukosubstanzen feststellen und in den Wänden der Blutgefäße weist eine erhöhte Konzentration derselben auf eine beginnende Atherosklerose hin, während im gesunden Gefäß nur geringe Mengen vorkommen.
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Alcian Blue and PAS combines the properties of both Alcian Blue and Periodic Acid Schiff staining.
Abbildung 14: Mit Alcianblau/PAS gefärbter Darmschnitt. Hier wird die Alcianblau-Färbung mit der PAS-Reaktion kombiniert, wodurch sich das Spektrum anzufärbender Elemente erweitert.
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Gomori Trichrome (blue) (submucosa). Trichrome stains are used to stain and identify muscle fibers, collagen and nuclei. They can be used to contrast skeletal, cardiac or smooth muscle. The Gomori Trichrome is a simplification of the more elaborate Masson trichrome stain and combines the plasma stain (chromotrope 2R) and connective tissue stain to provide a brilliant contrasting picture.
Abbildung 15: Submukosa, die einer Gömöri-Trichrom-Färbung mit Anilinblau unterzogen wurde. Trichrom-Färbetechniken werden dazu eingesetzt, um Muskelfasern, Kollagen und Zellkerne anzufärben. Sie können auch zur Differenzierung von Skelettmuskulatur, Herzmuskelgewebe und glatten Muskelfasern verwendet werden. Die Gömöri-Trichrom-Färbung ist eine vereinfachte Version der aufwendigeren Masson-Trichrom-Färbung und kombiniert den Plasmafarbstoff Chromotrop 2R mit bindegewebsaffinen Farbstoffen wie Lichtgrün, Fast Green FCF oder Anilinblau, um ein leuchtendes, kontrastreiches Färbeergebnis zu erzielen.
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Gomori Trichrome (green) (submucosa). Trichrome stains are used to stain and identify muscle fibers, collagen and nuclei. They can be used to contrast skeletal ,cardiac or smooth muscle. The Gomori Trichrome is a simplification of the more elaborate Masson stain and combines the plasma stain (chromotrope 2R) with the connective tissue stain to provide a brilliant contrasting picture.
Abbildung 16: Submukosa, die einer Gömöri-Trichrom-Färbung mit grünem Farbstoff unterzogen wurde. Trichrom-Färbetechniken werden dazu eingesetzt, um Muskelfasern, Kollagen und Zellkerne anzufärben. Sie können auch zur Differenzierung von Skelettmuskulatur, Herzmuskelgewebe und glatten Muskelfasern verwendet werden. Die Gömöri-Trichrom-Färbung ist eine vereinfachte Version der aufwendigeren Masson-Trichrom-Färbung und kombiniert den Plasmafarbstoff Chromotrop 2R mit bindegewebsaffinen Farbstoffen wie Lichtgrün, Fast Green FCF oder Anilinblau, um ein leuchtendes, kontrastreiches Färbeergebnis zu erzielen.

Schritte zu besseren Spezialfärbungen

Leica Biosystems versteht es als seine Mission, eine bessere Krebsdiagnostik und damit höhere Lebensqualität zu ermöglichen. Eine Möglichkeit zur Umsetzung dieser Mission ist die Verbesserung der Färbequalität. Wir wissen, dass die Qualität von IHC- und ISH-Färbungen nicht allein vom Färbemittel abhängt, und wollen in dieser Serie auf die unterschiedlichen Faktoren schauen, die die Färbequalität beeinflussen. Wir hoffen, damit einen Beitrag zu höherer Diagnosesicherheit zu leisten.

Die Färbung verstehen

Sie wissen, was Sie mit der Färbung, die Sie durchführen, zu zeigen versuchen.

Einem Protokoll zu folgen, ohne zu wissen, was im Schnitt zu sehen sein soll, führt selten zum Erfolg.

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Understand the Stain
A Hier handelt es sich um einen PAS-gefärbten Leberschnitt. Lipofuszin und Glykogen sind PAS-positiv, während Spuren von Galle und Hämosiderin PAS-negativ sind und in ihren natürlichen Farben Gelb und Braun erscheinen. B Dieser Schnitt zeigt eine opportunistische Pilzinfektion der Lunge durch Aspergillus. Die Pilzhyphen stellen sich schwarz dar, ebenso wie ungefärbter Teer, der in den Lungen von Rauchern und den meisten Stadtbewohnern zu finden ist. Grocott-Färbung.

Immer eine Positivkontrolle mitführen

In jedem Durchlauf wird eine Positivkontrolle mitgeführt, also ein Präparat, das sicher die Zielstrukturen enthält, die Sie zeigen bzw. anfärben möchten.

Wenn die Zielstruktur nicht dargestellt werden kann, wird angenommen, dass sie im Präparat nicht enthalten ist.

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Eine Einführung in Routine‑ und Spezialfärbungen
Dieser Schnitt durch eine zirrhotische Leber wurde einer Perl-Färbung unterzogen, um eisenhaltiges Hämosiderin zu zeigen, das sich blau darstellt. Der zugehörige Block eignet sich gut als Positivkontrolle für Eisenfärbungen.

Zeitliche Vorgaben einhalten

Man hält sich an die zeitlichen Vorgaben im Protokoll.

Zeitliche Vorgaben werden nur ungefähr eingehalten. Ein solches Vorgehen führt zu ungefähren, d. h. inkonsistenten, nicht reproduzierbaren Ergebnissen.

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Use Accurate Timing
Diese beiden Hautschnitte stammen aus demselben Block und wurden mit der PAS-Reaktion gefärbt. A wurde 5 Minuten lang mit dem Oxidationsmittel Perjodsäure behandelt, während Schnitt B diesem Agens nur 30 Sekunden lang ausgesetzt war, was eindeutig zu kurz ist. So lässt sich die äußerst schwache Färbung der Basalmembran in Schnitt B erklären.

Stabilität der Reagenzien berücksichtigen

Man achtet auf die Haltbarkeit der Reagenzien, die verwendet werden sollen. Einige Reagenzien oder Farbstofflösungen zersetzen sich langsam, während andere sehr instabil sind, frisch angesetzt und sofort verwendet werden müssen. Wieder andere können erst mit einer gewissen Verzögerung benutzt werden, weil beispielsweise Oxidationsprozesse ablaufen müssen, bevor die Lösung einsatzbereit ist.

Man geht davon aus, dass sämtliche Reagenzien auf unbestimmte Zeit verwendet werden können.

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Consider Reagent Stability
Diese trübe, schlecht definierte Hämatoxylin-Färbung nach Weigert ist auf eine Überoxidation zurückzuführen. Beachten Sie die Braunfärbung des Kollagens.

Reagenzien ordnungsgemäß lagern

Sämtliche Reagenzien werden gemäß den Herstellerempfehlungen gelagert. Einige bedürfen einer dauerhaften Kühlung, weil sie sonst allzu leicht schimmeln oder andere Mikroorganismen in ihnen wachsen. Andere sind lichtempfindlich und müssen im Dunkeln gelagert werden.

Alle Reagenzien stehen griffbereit im Regal über der Färbebank. Nicht selten verderben sie dort.

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Store Reagents Correctly
In diesem Schnitt sind zahlreiche Mikroorganismen zu erkennen, die in der Färbelösung gewachsen sind und mit dieser auf das Präparat übertragen wurden. In diesem Fall ging es um die Hämatoxylin-Lösung.

Dem Protokoll folgen

Man folgt dem Protokoll in allen seinen Schritten.

Mitarbeiter erzielen unterschiedliche Ergebnisse, obwohl sie vermeintlich dem gleichen Protokoll folgen.

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Diese Schnitte durch Formalin-fixierte intestinale Submukosa wurden einer Masson-Trichrom-Färbung unterzogen. In Schnitt A stellt sich die glatte Muskulatur rot dar. In diesem Fall wurde die Färbung korrekt nach Protokoll durchgeführt, einschließlich einer vorbereitenden Behandlung mit Chromsäure zur Sensibilisierung. Dieser Schritt des Beizens mit Chromsäure wurde beim Färben von Schnitt B übergangen. Daraus resultiert die fehlende Differenzialfärbung der Muskulatur in diesem Präparat.

Abweichungen notieren

Jede Abweichung vom Protokoll wird unverzüglich festgehalten.

Wenn die Ergebnisse nicht den Erwartungen entsprechen, ist es manchmal schwierig oder gar unmöglich, herauszufinden, woran es gelegen haben könnte, weil Änderungen am Protokoll nicht konsequent notiert wurden.

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Eine Einführung in Routine‑ und Spezialfärbungen
In dieser Silberfärbung nach Gordon und Sweets stellen sich die argyrophilen Retikulinfasern nur schlecht dar. Außerdem befindet sich ein Präzipitat auf dem Objektträger, das als schaumiger Hintergrund imponiert und die Beurteilung des Nierengewebes weiter erschwert. Es ist sehr schwierig, die Ursache für derartige Probleme zu ermitteln, wenn die Methode nicht genau befolgt wurde.

Waschschritte standardisieren

Auch was die Waschschritte betrifft, hält man sich streng ans Protokoll. Bekanntermaßen sind sie eine häufige Ursache von unerwünschter Variabilität in den Ergebnissen, weshalb sie standardisiert werden müssen.

Man wendet unterschiedliche Waschtechniken an: Manche Mitarbeiter schütteln kräftig, andere schwenken sanft. Und dazwischen bleibt viel Platz für Variationen.

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Diese Leberschnitte wurden nach der gleichen Methode gefärbt. Der einzige Unterschied zwischen den beiden Präparationen war die Technik, mit der sie zwischen Imprägnierung und Reduktion gespült wurden. Die retikulären Fasern stellen sich schwarz dar und sind im Schnitt A bedeutend besser definiert. Silberfärbung nach Gordon & Sweets.

Mikroskop für Qualitätskontrolle einstellen

Entscheidende Zwischenschritte, z. B. solche, die einer Differenzierung bedürfen, werden mikroskopisch kontrolliert. Dabei weiß der Anwender, wie sich die routinemäßigen Einstellungen des Mikroskops auf das Erscheinungsbild von nassen, noch nicht eingedeckten Schnitten auswirken. Ihm ist bewusst, wie er das Gerät einstellen muss, um nicht dem falschen Eindruck einer Hintergrundfärbung zu erliegen.

Der Grad der Färbung wird allein durch die Betrachtung des Objektträgers mit bloßem Auge beurteilt.

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Eine Einführung in Routine‑ und Spezialfärbungen
A: Nassschnitt (ohne Deckgläschen), betrachtet unter einem Mikroskop mit geschlossener Kondensorblende. Der Hintergrund erweckt den Eindruck, er wäre mitgefärbt.B: Nassschnitt (ohne Deckgläschen), betrachtet unter einem Mikroskop mit offener Kondensorblende. Hier ist der Hintergrund klar.

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Vor dem Gebrauch sollten die Produktinformationen, Beilagen und Bedienungsanleitungen der jeweiligen Medikamente und Geräte konsultiert werden.

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About the presenters

James Anderson, Global Marketing Manager

James Anderson is a Global Marketing Manager at Leica Biosystems with experience with histology and scientific, technical, and marketing communications.

Geoffrey Rolls, BAppSc, FAIMS

Geoffrey Rolls is a Histology Consultant with decades of experience in the field. He is a former Senior Lecturer in histopathology in the Department of Laboratory Medicine, RMIT University in Melbourne, Australia.

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