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고정 및 고정액(5) – 품질, 열 효과, 마이크로파를 최적화하기 위한 실용적 절차

Geoffrey Rolls
Geoffrey Rolls BAppSc, FAIMS

고정 및 고정액"" 시리즈의 마지막 파트에서는 고정 품질을 최적화하는 실용적인 방법을 살펴보고, 열이 고정에 영향을 미치는 방법을 논의하며, 비교적 새로운 분야인 마이크로파 고정 분야에 대한 소개로 마무리합니다.

품질을 최적화하기 위한 실용적 절차

단순하고 상식적인 원칙을 따름으로써 고품질의 일관된 고정 결과를 달성할 수 있습니다. 다음은 바람직한 고정을 위한 3가지 필수 사항과 이를 달성하기 위해 따라야 할 20가지 규칙입니다.

필수 사항 1: 신선 조직

  1. 가능한 빨리 고정합니다.
    세포에 혈액 공급이 중단되는 즉시 변성이 시작됨을 명심합니다.
  2. 즉시 고정할 수 없다면, 냉장 보관하고 냉동하지 마십시오.
    느린 조직 동결은 얼음 결정 형성으로 인해 상당한 손상을 가져옵니다.
  3. 신선 조직은 전염성이 있을 수 있습니다.
    신선 또는 불완전하게 고정한 조직은 여러분과 실험실의 다른 직원들에게 잠재적으로 전염성이 있는 것으로 간주하십시오.
  4. 표본이 건조되지 않게 하십시오.
    표본 표면 건조는 영구적인 손상을 초래할 것이며, 병리학적 변화를 가릴 수 있습니다. 작은 내시경 표본은 특히 이러한 손상에 취약합니다.
  5. 조직을 비틀지 마십시오.
    신선한 조직을 거칠게 다루지 마십시오. 비틀기 또는 기타 물리적 손상은 영구적인 형태 변화를 초래하여 해석을 어렵게 만들 수 있습니다.
  6. 빠짐 없이 정확하게 라벨을 표시합니다.
    이는 진단 및 연구 과정에 절대적으로 필요합니다.

필수 사항 2: 고정액의 적절한 침투

  1. 고정액은 모든 측면에서 침투해야 합니다.
    항상 이미 고정액이 들어 있는 용기에 표본을 넣습니다. 이를 통해 표본이 용기에 부착되는 것을 방지할 수 있습니다.
  2. 공동을 열어 두어야 합니다.
    가능한 경우, 자연 공동이 있는 속빈 기관 또는 표본은 고정액이 즉시 접근할 수 있도록 열어 두어야 합니다.
  3. 일부 표본의 관류가 유리합니다.
    전체 기관 또는 작은 실험 동물의 혈관계 관류에 의한 고정은 탁월한 결과를 제공할 수 있습니다.
  4. 두께가 중요합니다(최대 4mm).
    최적의 고정을 달성해야 하는 경우, 표본 또는 조직 슬라이스의 두께는 4mm를 초과하지 말아야 합니다.
  5. 약간의 교반이 도움이 됩니다.
    고정액에 담근 첫 몇 분 동안 표본을 가끔씩 부드럽게 교반(휘저어 섞기)하는 것이 침투에 도움이 될 것입니다.
  6. 적절한 부피가 중요합니다(최소 20:1).
    고정 반응의 일부로 유효 성분이 고갈 될 수 있기에, 여분의 고정액이 필요합니다.
  7. 충분한 시간을 허용합니다.
    고정액은 표본의 가장 치밀한 부분의 중심까지 침투한 후, 고정의 화학 반응이 발생해야 합니다.
  8. 실온이 최선입니다.
    초기 고정은 실온(20°C)에서 가장 잘 이루어집니다.

필수 사항 3: 올바르게 조제된 고정액 선택

  1. 고정액은 적절한 품질의 시약으로 조심스럽게 조제해야 하며, 명시된 경우 신선해야 합니다.
    시약의 품질에 따라, 고정의 품질이 나빠질 수 있습니다. 일부 조제된 고정액은 불안정하기에(예: Helly 액), 사용 직전 조제해야 합니다.
  2. 고정액 내에 수령한 표본을 확인하고 필요한 경우 고정액을 교체해야 합니다.
    의심스러운 품질의 고정액에 고정된 표본을 수령하는 경우, 신선한 고정액으로 교체합니다. 이는 결과를 개선시킬 수 있습니다.
  3. 고정액은 한 번만 사용해야 합니다.
    표본이 세포와 조직 조각을 고정액에 배출하여 후속 표본을 오염시킬 수 있습니다. 또한 고정 반응 동안 성분이 고갈됩니다.
  4. 금속 뚜껑을 삼갑니다.
    일부 고정액은 부식성이 강하고 금속(예: 수은염)을 공격할 것입니다.
  5. 고정 후 적절히 취급해야 합니다.
    일부 고정액의 경우 처리 전 표본을 물로 세척해야 하거나(예: Zenker 또는 Helly), 일부 다른 요건이 존재할 수 있습니다(70%가 넘는 알코올 농도의 완충액에서 인산염이 침전될 수 있습니다).
  6. 모든 고정액은 독성이고 자극제입니다.
    고정액이 고정하기 위해서는 독성이어야 하며 정도가 다를지라도 자극제일 가능성이 높습니다. 고정제 사용자는 누구나 잠재적인 위험을 알고 있어야 합니다.
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csm_Scaled_Fig_1
그림 1: 고정액의 적절한 침투를 허용하기 위해 “슬라이스한” 전체 심장 표본.
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csm_Scaled_Fig_2
그림 2: 부적절한 양의 고정액이 든 작은 용기에 밀어 넣은 유방 지방 조직 표본. 이 경우, 표본이 제대로 고정되지 않고 물리적으로 비틀어질 가능성이 있습니다.

처리 출발점 및 고정 후 기법

다음 표는 고정 및 고정액 시리즈의 네 번째 부분에서 언급한 각 고정액의 파라핀 처리 출발점을 보여줍니다.

처리 출발점 및 고정 후 기법

고정액

요구되는 고정 후 처치

다음에서 처리 시작

설명

인산염 완충 포르말린

없음

필요한 경우 완충 포르말린에 추가 고정, 그렇지 않은 경우 70% 에탄올

70%를 초과하는 알코올 농도에 표본을 담가두면 완충액의 인산염이 침전될 수 있습니다.

포르말 칼슘

없음

70% 에탄올

 

포르말 식염수

없음

필요한 경우 포르말 식염수에 추가 고정, 그렇지 않은 경우 70% 에탄올

 

아연 포르말린 (비완충)

물로 잠깐 헹굼

필요한 경우 포르말린에 추가 고정, 그렇지 않은 경우 70% 에탄올

헹굼은 부식성일 수 있는 여분의 아연염을 제거합니다.스테이션1에서 인산염 완충 포르말린을 사용하는 경우, 잔존 아연염이 침전물을 생성할 수 있습니다.

Zenker 고정액

물로 철저히 헹굼

70% 에탄올

헹굼은 불용성 침전물을 생성할 수 있는 크롬산염을 제거합니다.염색전 수은 색소를 제거하기 위해 절편을 처치해야 합니다.

Helly 고정액

물로 철저히 헹굼

70% 에탄올

헹굼은 불용성 침전물을 생성할 수 있는 크롬산염을 제거합니다.염색전 수은 색소를 제거하기 위해 절편을 처치해야 합니다.

B-5 고정액

고정 후, 처리 전 70% 에탄올에 보관합니다.

70% 에탄올

염색 전 수은 색소를 제거하기 위해 절편을 처치해야 합니다.

Bouin 용액

고정 후, 처리 전 70% 에탄올에 보관합니다.

70% 에탄올

Bouin 고정 후 물 세척은 일부 수용성 피크르산염을 제거할 수 있습니다. 이는 알코올 처치 후 불용성입니다.

Hollande's

물로 잠깐 세척

필요한 경우 완충 포르말린에 추가 고정, 그렇지 않은 경우 70% 에탄올

물로 세척해야 합니다. 스테이션 1에서 인산염 완충 포르말린을 사용하는 경우, 잔좀 염이 불용성 인산염 침전물을 생성할 수 있습니다.

Gendre 용액

80% 알코올로 세척하여 여분의 피크린산을 제거합니다.

80% 알코올

잔존 피크린산은 염색에 부정적 영향을 미칠 수 있습니다.

Clarke 용액

없음

80% 에탄올

 

Carnoy 용액

없음

무수 에탄올

과도한 경화가 발생할 것이기에, 장시간 고정하지 말아야 합니다.

Methacarn

없음

무수 에탄올

과도한 경화가 발생할 것이기에, 장시간 고정하지 말아야 합니다.

알코올성 포르말린

없음

무수 에탄올

 

포름아세틱 알콜

없음

무수 에탄올

 

고정 중 열 효과

(특정 조직화학 절차에 때때로 권장된 바와 같이) 고정액의 온도가 올라가거나 내려가는 경우, 다양한 조직 성분에서 발생하는 화학 고정 반응 속도와 같이 표본으로의 확산 속도가 영향을 받게 됩니다. 온도가 올라가면 고정 프로세스가 빨라집니다. 특히 장시간 지속되는 경우, 과도한 열은 세포를 손상시키고 상당한 표본 수축과 경화를 야기할 수 있습니다.

냉동미세절단기가 광범위하게 사용되기 전, 동결 마이크로톰을 사용하여 동결 절편을 준비하기 전 소량의 표본을 비등 포르말린에 신속하게 고정하는 것이 표준 관행이었습니다. 이 프로세스는 절편을 제작할 수 있는 표본을 생성했으나, 종종 마이크로톰 전문가를 허용되지 않는 수준의 포름알데히드 증기에 노출시킬 뿐만 아니라, 보통의 매우 가변적인 현미경 결과를 보였습니다.

오늘날 대부분의 실험실은 고정액 온도가 올라가는 경우 직원들이 생성된 증기로부터 일정 정도 보호를 받을 수 있는 장소에서 처리기에 표본을 넣은 후에만 상온에서 일차 표본 고정을 실시합니다. 37°C~45°C의 온도가 일반적으로 사용됩니다.

처음에 큰 표본(3 mm가 넘는 두께)을 고정하는 데 고온 고정액을 사용하는 또 다른 문제는 표본 외부가 빠르게 고정되는 반면, 고정액이 블록 중심으로 침투하는 데 상당한 시간이 걸릴 수 있어 이 부위가 제대로 고정되지 않거나 전혀 고정되지 않을 수 있다는 것입니다. 그 후 블록은 표본의 내부와 비교해 외부에 다른 형태 및 염색 특성이 있는 과장된 “구역” 고정 효과를 보입니다. 이러한 이유로 일부 실험실에서는 마이크로파 고정을 사용합니다.

마이크로파 고정

1970년에 조직 고정 수단으로서 마이크로파 가열이 처음 보고되었습니다. 1이 때부터, 이 목적 및 항원 회수, 가속 절편 염색과 같은 다른 목적을 위해 조직병리학에서 마이크로파 오븐 사용이 증가해 왔습니다.

이 단계에서는 화학 고정제를 사용하지 않습니다. 또는 표본을 완충 포르말린 또는 일부 다른 고정제에 넣은 후,
이후 단계에서 고정제의 고정 작용을 돕기 위해 마이크로파를 조사할 수 있습니다(“마이크로파 지원 고정”2, 3이라고 함4).

이 후자의 경우, 마이크로파 조사는 조직이 고정액에 있는 동안 실행할 수 있으며, 이 경우 독성 증기 발생으로 인한 일부 위험이 있을 수 있습니다. 또는 마이크로파 단계를 위해 조직을 다시 식염수 또는 완충제로 옮겨 담습니다.

5-10어떠한 경우이든, 마이크로파 지원 고정이 발생하려면 고정액이 조직 내에 있어야 합니다. 마이크로파 지원 고정은 일차 마이크로파 고정보다 훨씬 더 흔히 사용됩니다.

글리옥살을 포함하는 비교적 낮은 독성의 전매 고정액이 마이크로파 지원 고정에 사용하도록 개발되었습니다.

마이크로파는 가정용 및 과학용 마이크로파 오븐에서 마그네트론이 생성하는 비이온화 방사선의 일종입니다.
2.5GHz 주파수에서, 물 또는 단백질 극성 곁사슬과 같은 이극성 분자가 초당 25억 주기로 교번 자기장에 노출될 때, 이는 순간 열을 발생시키는 능력이 있습니다.
조직 고정 동안 마이크로파 에너지가 열을 발생시키는 속도는 오븐의 파워 설정과 파워 출력, 보존 용액의 양과 성격, 조성, 용기(카세트 포함) 형태와 수, 용기 교반 또는 이동, 고정하는 표본 수, 부피 및 치수를 포함한 여러 인자에 따라 결정됩니다.
Kok와 Boon에 따르면, 2.5GHz 마이크로파는 4cm 깊이를 초과하는 조직에 거의 영향을 미치지 않으며, 일차 마이크로파 고정을 위해 조직 슬라이스 두께는 3cm를 초과하지 말아야 합니다.
마이크로파 조사 후 즉시 이를 2mm로 얇게 잘라 70% 4에탄올에 넣어야 합니다.마이크로파 지원 고정을 위해 Leong은 처음에 마이크로파 처치 전 포르말린에 고정시킨 조직으로부터 2mm 두께 슬라이스를 준비할 것을 제안합니다.
11마이크로파 고정에 관여하는 많은 변수로 인해, 기법의 모든 측면을 완전히 표준화하고(일관적인 표본 치수 포함), 마이크로파 오븐을 올바르게 보정하며, 고정 단계를 수행하는 직원이 결과에 영향을 미칠 요인을 완전히 이해하는 것이 중요합니다.11-13

열은 조직 고정 동안 마이크로파 효과를 책임지는 주요 요인으로 간주됩니다.
확산 속도 증가 외에도, 열은 분자 역학을 증가시키고 화학 반응을 가속화할 것입니다. 알데히드 고정액에서 과합체의 이량체와 단량체로의 분해, 고분자 수소 결합의 장-유도 변형, 양성자 터널링, 결합수 방해를 포함한 마이크로파가 미칠 수 있는 다른 영향에 대한 상당한 논의가 있었습니다.11
일차 마이크로파 고정을 위해 표본 내에서 60°C를 초과하는 온도를 달성해야 하는 것처럼 보이지만, 보다 낮은 온도가 마이크로파 지원 고정에 허용될 수 있습니다.11, 14


발표자 소개

Geoffrey Rolls
Geoffrey Rolls , BAppSc, FAIMS

Geoffrey Rolls is a Histology Consultant with decades of experience in the field. He is a former Senior Lecturer in histopathology in the Department of Laboratory Medicine, RMIT University in Melbourne, Australia.

참조 문헌

  1. Mayers CP. Histological fixation by microwave heating. J Clin Pathol 1970;23;273-275.

  2. Leong AS, Duncis CG. A method of rapid fixation of large biopsy specimens using microwave irradiation. Pathol 1986;18;222-225.

  3. Leong AS. Microwave fixation and rapid processing in a large throughput histopathology laboratory. Pathol 1991;23;271-273.

  4. Kok LP, Boon ME. Microwave cookbook for microscopists. Leiden: Coulomb Press Leiden, 1992.

  5. Margo CE, Saxe S, Grossniklaus HE. Microwave-stimulated chemical fixation of whole eyes. Ophthalmology 1992;99;1117-1122.

  6. Suurmeijer AJ, Boon ME, Kok LP. Notes on the application of microwaves in histopathology. Histochem J 1990;22;341-346.

  7. Kayser K, Stute H, Lubcke J, Wazinski U. Rapid microwave fixation - a comparative morphometric study. Histochem J 1988;20;347-352.

  8. Mac-Moune LF, Lai KN, Chew EC, Lee JC. Microwave fixation in diagnostic renal pathology. Pathol 1987;19;17-21.

  9. Ainley CD, Ironside JW. Microwave technology in diagnostic neuropathology. J Neurosci Methods 1994;55;183-190.

  10. Ruijter ET, Miller GJ, Aalders TW et al. Rapid microwave-stimulated fixation of entire prostatectomy specimens. Biomed-II MPC Study Group. J Pathol 1997;183;369-375.

  11. Leong AS-Y. Fixation and fixatives. In Woods AE and Ellis RC eds. Laboratory histopathology. New York: Churchill Livingstone, 1994;4.1-1 - 4.1-26.

  12. Login GR. Editorial: the need for clinical laboratory standards for microwave-accelerated procedures. J Histotechnol 1998;21;7-9.

  13. Buesa RJ. Haven't you calibrated your microwave oven yet? J Histotechnol 2002;25;39-43.

  14. Lemire TD. Microwave irradiated canine and feline tissues: Part 1. Morphologic evaluation. J Histotechnol 2000;23;113-120.

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